ประสิทธิภาพการกระตุ้นการตกไข่และการพัฒนาของตัวอ่อนนอกร่างกาย ในหนูไมซ์สายพันธุ์ ICR และ BALB/c Rag2.Jak3 Double Knockout
Article Sidebar
Main Article Content
บทคัดย่อ
การแช่แข็งตัวอ่อนเป็นวิธีสำคัญในการเก็บรักษาสายพันธุ์หนูไมซ์ เพื่อบริหารจัดการต้นทุนและคงความบริสุทธิ์ของสายพันธุ์ อย่างไรก็ตาม ประสิทธิภาพของการกระตุ้นให้เกิดการตกไข่ (superovulation) และการปฏิสนธินอกร่างกาย (in vitro fertilization, IVF) อาจแตกต่างกันไปในแต่ละสายพันธุ์ ซึ่งข้อมูลเปรียบเทียบที่จำเพาะเจาะจงสำหรับสายพันธุ์สำคัญ เช่น หนูไมซ์ภูมิคุ้มกันบกพร่อง BALB/c Rag-2.Jak3 double knockout (BRJ) และสายพันธุ์ ICR ยังมีจำกัด งานวิจัยนี้จึงมีวัตถุประสงค์เพื่อเปรียบเทียบจำนวนเซลล์ไข่ที่ได้ อัตราการปฏิสนธิ และการเจริญของตัวอ่อนถึงระยะ 2 เซลล์ ระหว่างหนูไมซ์สายพันธุ์ ICR และ BRJ โดยทำการกระตุ้นหนูไมซ์เพศเมียอายุ 12 สัปดาห์ (n = 5 ตัว/สายพันธุ์) ด้วยฮอร์โมน Pregnant Mare’s Serum Gonadotropin (PMSG) และ human Chorionic Gonadotropin (hCG) ตามลำดับ จากนั้นเก็บเซลล์ไข่ ดำเนินการปฏิสนธินอกตัวสัตว์ โดยเก็บตัวอสุจิหนูไมซ์เพศผู้อายุ 12 สัปดาห์ (n = 5 ตัว/สายพันธุ์) และเพาะเลี้ยงตัวอ่อนในสภาวะควบคุม 37องศาเซลเซียส 5% CO2 จนถึงตัวอ่อนระยะ 2 เซลล์ ผลการศึกษาพบว่า หนูสายพันธุ์ ICR ให้จำนวนเซลล์ไข่เฉลี่ยที่เก็บได้ 52.4 ± 29.69 เซลล์/ตัว สูงกว่าสายพันธุ์ BRJ (34.4 ± 25.18 เซลล์/ตัว) ส่วนอัตราการปฏิสนธิและการเจริญถึงระยะ 2 เซลล์ของ ICR เท่ากับ 78.24% (205/262) ในขณะที่ BRJ เท่ากับ 75.00% (129/172) อย่างไรก็ตาม การวิเคราะห์ทางสถิติไม่พบความแตกต่างอย่างมีนัยสำคัญของจำนวนเซลล์ไข่ที่ได้และอัตราการเจริญของตัวอ่อนถึงระยะ 2 เซลล์ระหว่างสองสายพันธุ์ (p > 0.05) แต่หนูไมซ์สายพันธุ์ ICR มีแนวโน้มให้ผลผลิตเซลล์ไข่และอัตราการเจริญของตัวอ่อนที่ดีกว่า ผลการศึกษานี้ชี้ว่าแม้วิธีการที่นำมาใช้จะสามารถนำไปใช้กับหนูไมซ์ทั้งสองสายพันธุ์ได้ แต่มีการตอบสนองต่อการกระตุ้นฮอร์โมนที่แปรปรวนในแต่ละสายพันธุ์ ข้อมูลนี้จึงมีความสำคัญเพื่อเป็นแนวทางปรับปรุงวิธีการแช่แข็งตัวอ่อน ตลอดจนเป็นข้อมูลพื้นฐานสำหรับการจัดตั้งธนาคารตัวอ่อน
Article Details
อนุญาตภายใต้เงื่อนไข Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.
เอกสารอ้างอิง
ธีรพงษ์ บัวบาน, พรรัตนา ช่อมณี และนาถนภิส ประทีป ณ ถลาง (2559). การเปรียบเทียบการเจริญของตัวอ่อนระยะ 1 เซลล์ของหนูแรท สายพันธุ์ Mlac: WR ในสารละลาย M16 และ KSOM. ใน: การประชุมทาง วิชาการของมหาวิทยาลัย เกษตรศาสตร์ ครั้งที่ 54, กรุงเทพฯ. 483 - 489
Arifin, W. N. and Zahiruddin, W. M. (2017). Sample size calculation in animal studies using resourceequation approach. The Malaysian journal of medical sciences: MJMS 24(5): 101.
Brown, S.D. and Moore, M.W. (2012). The International Mouse Phenotyping Consortium: past and future perspectives on mouse phenotyping. Mammalian Genome 23: 632 - 640.
Byers, S.L., Payson, S.J. and Taft, R.A. (2006). Performance of ten inbred mouse strains following assisted reproductive technologies (ARTs). Theriogenology 65(9): 1716 - 1726.
Byers, S.L., Wiles, M.V., Dunn, S.L. and Taft, R.A. (2012). Mouse estrous cycle identification tool and images. PloS one 7(4): e35538.
Gates, A.H. (1956). Viability and developmental capacity of eggs from immature mice treated with gonadotrophins. Nature 177: 754 - 755.
Kim, J.E., Nam, J.H., Cho, J.Y., Kim, K.S. and Hwang, D.Y. (2017). Annual tendency of research papers used ICR mice as experimental animals in biomedical research fields. Laboratory Animal Research 33: 171 - 174.
Li Shuai, L.S. and Winuthayanon, W. (2017). Oviduct: roles in fertilization and early embryo development. Journal of Endocrinology 232(1): 1 - 26.
Luo, C., Zuñiga, J., Edison, E., Palla, S., Dong, W. and Parker-Thornburg, J. (2011). Superovulation strategies for 6 commonly used mouse strains. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science 50(4): 471 - 478.
Nakagata, N. (1993). Production of normal young following transfer of mouse embryos obtained by in vitro fertilization between cryopreserved gametes. Reproduction 99(1): 77 - 80.
Nakagata, N. (2016). Reproductive engineering techniques in mice (3rd ed.). Cosmo Bio Co., Ltd.
Nakagata, N. and Takeo, T. (2019). Basic mouse reproductive techniques developed and modified at the Center for Animal Resources and Development (CARD), Kumamoto University. Experimental Animals 68(4): 391 - 395.
Takeo, T. and Nakagata, N. (2015). Superovulation using the combined administration of inhibin antiserum and equine chorionic gonadotropin increases the number of ovulated oocytes in C57BL/6 female mice. PloS one 10(5): e0128330.
Takeo, T. and Nakagata, N. (2016). Immunotherapy using inhibin antiserum enhanced the efficacy of equine chorionic gonadotropin on superovulation in major inbred and outbred mice strains. Theriogenology 86(5): 1341 - 1346.
Takeo, T. and Nakagata, N. (2018). In Vitro Fertilization in Mice. Cold Spring Harbor Protocols 2018(6).
Takeo, T., Nakao, S., Nakagawa, Y., Sztein, J.M. and Nakagata, N. (2020). Cryopreservation of mouse resources. Laboratory Animal Research 36(1): 1 - 6.
Vaeteewoottacharn, K., Pairojkul, C., Kariya, R., Muisuk, K., Imtawil, K., Chamgramol, Y., Bhudhisawasdi, V., Khuntikeo, N., Pugkhem, A., and Saeseow, O.T. (2019). Establishment of highly transplantable cholangiocarcinoma cell lines from a patient-derived xenograft mouse model. Cells 8 (5): 496.
Whittingham, D.G. and Wood, M.J. (1983). Reproductive physiology. In The mouse in biomedical research San Diego: Academic Press. 137 - 164
